Бондарева А.В., Артюгина Л.И., к.мед.н., доцент Багмут И.Ю., Полищук Т.В, д.мед.н., проф. Жуков В.И.

Харьковский национальный медицинский университет

ВЛИЯНИЕ ПОЛИОКСИПРОПИЛЕНПОЛИОЛОВ НА МЕТАБОЛИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССІ И ФУНКЦИЮ ДЕТОКСИКАЦИИ

Развитие химической, нефтедобывающей, нефтеперерабатывающей промышленности сопровождается увеличением чужеродных химических соединений в различных отраслях народного хозяйства и накоплением их в окружающей среде. Многим ксенобиотикам свойственно не только прямое токсическое действие, но и возможность влияния на формирование и развитие отдаленных эффектов. В определенных условиях, особенно на производстве, химические соединения могут быть причиной развития острых и хронических отравлений. Некоторые ксенобиотики, вырабатываемые и используемые в различных отраслях промышленности, способны наносить непоправимый вред здоровью населения, фауне и флоре, формировать экологически обусловленные болезни и патологические состояния. Одним из самых мощных источников загрязнения среды обитания человека за последние 20-30 лет стали предприятия химии органического синтеза по производству пестицидов, гербицидов, флотореагентов, синтетических моющих средств, эмульгаторов, антикоррозийных препаратов, поверхностно-активных веществ и др. [1-3]. Это в полной мере относится и к производствам полиоксипропиленполиолов (ПОПП), которые выпускают большой объем и ассортимент различных марок полиолов, использующихся для получения пенопластов, термопластов, пластмасс, эпоксидных смол, лаков, эмалей, гидравлических, тормозных и охлаждающих жидкостей [3]. Ежегодно в опытное и промышленное производство внедряются десятки новых марок полиолов, которые несут потенциальную и реальную опасность здоровью населения и являются совершенно не изученными в медико-биологическом отношении. К таким веществам относятся новые марки полиоксиэтиленгликолей (ПОЭГ), которые широко применяются в различных областях народного хозяйства как конечные продукты в виде флотореагентов, эмульгаторов. Как стартовые соединения применяются при получении пластмасс, эпоксидных смол, лаков и др. В связи с этим, актуальным является обоснование прогноза потенциальной опасности химических соединений, особенно ранее неизученных для человека, окружающей среды и разработка профилактических мероприятий направленных на укрепление и сохранение здоровья населения.

Целью работы являлось изучение влияния новой группы ПОПП на окислительно-восстановительные процессы и детоксикационную функцию печени в условиях подострого эксперимента.

Материалы и методы исследования. Выбор новой группы ПОПП ─ полиоксипропиленгликоля молекулярной массы 202 (П-202) и полиоксипропилентриола молекулярной массы 503 (П-503) с регламентированными физико-химическими свойствами, был обоснован широким использованием их в различных областях народного хозяйства, большим объемом производства, значительным ассортиментом выпускаемой продукции и отсутствием прогностической оценки потенциальной опасности для теплокровных животных и окружающей среды. Программа исследований предусматривала проведение подострого опыта на половозрелых белых крысах популяции WAG массой 180-200г, которым внутрижелудочно на протяжении 45 суток с помощью металлического зонда вводились утром натощак водные растворы ПОПП из расчета 1/100 и 1/1000 ДЛ₅₀. Контрольная группа животных получала соответствующие объемы питьевой воды. Всего было использовано 50 животных, по 10 крыс в каждой группе в соответствии с правилами гуманного отношения к животным и требованиями «Европейской конвенции о защите позвоночных животных, которые используются для экспериментальных и других научных целей» (Страсбург, 1985). На основании параметров острой токсичности П-202 относится к умеренотоксичным соединениям (3 класс опасности). Среднесмертельные дозы ДЛ₅₀, для белых крыс и мышей были установлены, соответственно на уровнях: 3,04 и 2,6 г/кг массы животного. Среднесмертельные дозы для П-503 были установлены на уровнях: 21,3 и 20,2 г/кг массы животного, соответственно для крыс и мышей. На основании оценки параметров острой токсичности П-503 является малотоксичным веществом (4 класс опасности). Исследуемые ксенобиотики не обладают видовой чувствительностью и кумулятивными свойствами [3]. В соответствии с программой подострого опыта предусматривалось изучение влияния полиолов на состояние углеводного, белкового, липидного обмена, антиоксидантную систему (АОС) и процессы детоксикации ксенобиотиков. Содержание кетоновых тел в крови определялось путем связывания ацетона салициловым методом [4]. Неэстерифицированные свободные жирные кислоты (НЭЖК) оценивали по экстракции медных солей жирных кислот в плазме крови органическими растворителями [5]. Гликоген в печени определяли методом Зейфтера [4,5]. Активность УДФ-глюкуронилтрансферазы (УДФ-ГТ) микросо-мальной фракции печени исследовали по скорости конъюгации пара-нитрофенола [6]. Содержание окисленного и восстановленного глутатиона определяли в глутатионтрансферазной реакции [9]. Цистеин исследовался в реакции с нингидрином в трихлоруксусном фильтрате [10]. Уровень вторичных продуктов перекисного окисления липидов (ПОЛ) оценивался по накоплению малонового диальдегида (МДА), который определяли по методу, описанному Ю.А.Владимировым и А.И.Арчаковым [7]. Гидроперекиси ненасыщенных жирных кислот (диеновые конъюгаты - ДК) определяли спектрофото-метрическим методом, который основан на характерном их поглощении в ультрафиолетовой области спектра с максимумом 233 нм [7]. Содержание в крови креатинина, мочевины, холестерина, глюкозы и активности ферментов аланиновой (АлАТ) и аспарагиновой аминотрансферазы (АсАТ) определяли общепринятыми методами [4,5]. Глюкозо-6-фосфатаза (Г-6-Фаза) изучалась в печени по методу описанному А.А.Покровским и А.И.Арчаковым [8]. Статистическая обработка полученных результатов осуществлялась с использованием критерия Стьюдента-Фишера.

Результаты исследования и их обсуждение. Результаты изучения влияния полиолов в 1/100 ДЛ₅₀ на белковый обмен выявили повышение активности АсАТ и АлАТ и содержания в крови мочевины и креатинина. В 1/1000 ДЛ₅₀ ксенобиотики не влияли на белковый и азотистый обмен. Исследования свидетельствуют, что полиолы в 1/100 ДЛ₅₀ усиливают активность процессов трансаминирования аминокислот и их распад, что сопряжено с повышением мочевины и креатинина (табл.1)

Таблица 1.

Влияние полиолов в подостром опыте на белковый обмен

Показатели	Контроль n=10	Вещества, ДЛ50 (М±m)
		П-202		П-503
		1/100 n=10	1/1000 n=10	1/100 n=10	1/1000 n=10
АсАТ (мкМ/л·ч) кровь	0,72±0,06	3,40±0,43*	0,74±0,07	3,10±0,32*	0,70±0,07
АлАТ (мкМ/л·ч), кровь	060±0,05	2,86±0,35*	0,63±0,04	2,93±0,28*	0,62±0,06
Мочевина (мМ/л) кровь	4,65±0,38	13, 7±0,96*	4,42±0,54	12,51±1,14*	4,76±0,470
Креатинин (мкМ/л), кровь	68,70±4,20	128,4±7,30*	65,8±5,10	136,40±8,20*	71,50±5,20

Примечание: * - различия достоверные р<0,05

Так, активность АлАТ повышалась на 372,2% и 330,5, АлАТ на 376,6% и 388,3%, соответственно под влиянием П-202 и П-503 в 1/100 ДЛ₅₀. При этом, содержание в крови мочевины повышалось на 194,6% и 268,8%, а креатинина на 86,9% и 98,54%, соответственно у групп животных токсифицированных П-202 и П-503. Анализ оценочных показателей белкового обмена позволяет судить, что под влиянием 1/100 ДЛ₅₀ преобладают катаболические процессы над анаболическими синтезами. Сходная динамика была отмечена и для динамики мониторинговых показателей липидного обмена. Исследования показали, что полиолы в 1/100 ДЛ₅₀ повышали в сыворотке крови содержание кетоновых тел, свободных жирных кислот, холестерина, а в микросомальной фракции печени МДА и ДК (табл.2). В сыворотке крови уровень кетоновых тел увеличивался на 475% и 566%, НЭЖК на 136,6% и 155%, холестерина на 107,04% и 102,1%, соответственно у групп животных, которые подвергались воздействию П-202 и П-503 1/100 ДЛ₅₀. На этом фоне в микросомальной фракции печени отмечалось повышение МДА на 140,23% и 131,95%, и ДК на 75,36% и 81,74% у групп животных, токсифицированных П-202 и П-503. Изучение динамики показателей жирового обмена дает основание судить, что полиолы в 1/100 ДЛ₅₀ активируют распад жиров, накопление кетоновых тел, скорость старения организма, в основе которой лежит стимуляция свободнорадикальных процессов (СРП) и ПОЛ.

Таблица 2.

Влияние полиолов в подостром опыте на показатели липидного обмена

Показатели		Вещества, ДЛ50(М±m)
	Контроль n=10	П-202		П-503
		1/100 n=10	1/1000 n=10	1/100 n=10	1/1000 n=10
Кетоновые тела (мМ/л), кровь	0,32±0,07	1,84±0,15*	0,34±0,06	2,10±0,17*	0,31±0,05
Свободные ЖК (мМ/л), кровь	0,60±0,08	1,42±0,12*	0,62±0,05	1,53±0,14*	0,64±0,07
Холестерин (мМ/л), кровь	1,42±0,13	2,94±0,18*	1,37±0,12	2,87±0,22*	1,46±0,09
МДА (нМ/мг белка), печень	8,45±0,67	20,3±1,14*	7,93±0,58	19,6±1,35*	8,28±0,76
ДК (нМ/мг белка), печень	35,6±3,10	64,7±3,26*	38,20±3,1	62,43±4,10*	36,40±2,9

Примечание: *-различия достоверные р<0,05

Изучение некоторых мониторинговых показателей углеводного обмена обнаружило под влиянием 1/100 ДЛ₅₀ снижение в крови содержания глюкозы, в печени гликогена и в микросомальной фракции гепатоцитов активности Г-6-Фазы (табл.3). Так, глюкоза снижалась на 31,8% и 37,26%, гликоген в печени на 81,96% и 79,59% и активность в микросомальной фракции глюкозо-6-фосфатазы на 73,96% и 66,67%. Эти исследования свидетельствуют, что полиолы в условиях подострого опыта под влиянием 1/100 ДЛ₅₀ приводят к развитию гипогликемии, которая может быть следствием токсификации организма, дефицита глюкокортикоидов, глюкагона, тиреоидных гормонов при печеночной и почечной недостаточности. Эти данные подтверждались и снижением содержания гликогена в печени и активности фермента Г-6-Фазы микросомальной фракции печени.

Таблица 3.

Влияние полиолов в подостром опыте на углеводный обмен

Показатели	Вещества, ДЛ50(М±m)
	Контроль n=10	П-202		П-503
		1/100 n=10	1/1000 n=10	1/100 n=10	1/1000 n=10
Глюкоза (мМ/л), кровь	5,10±0,35	3,5±0,44*	4,8±0,46	3,2±0,36*	5,27±0,48
Гликоген (мкМ глюкозы /г печени)	134,7±7,20	24,3±2,2*	127,3±6,8	27,5±1,8*	131,4±6,2
Г-6-Фаза (нМ/мин·мг белка), печень	9,60±0,88	2,5±0,18*	8,7±0,83	3,2±0,24*	8,5±0,74

Примечание: *-различия достоверные р<0,05

Изучение обезвреживающей функции печени обнаружило снижение активности УДФ-ГТ в микросомальной фракции гепатоцитов, содержания восстановительного глутатиона в печени на фоне увеличения содержания в печени окисленного глутатиона (табл.4).

Таблица 4.

Влияние полиолов в подостром опыте на функцию детоксикации печени

Показатели	Вещества, ДЛ50(М±m)
	Контроль n=10	П-202		П-503
		1/100 n=10	1/1000 n=10	1/100 n=10	1/1000 n=10
УДФ-ГТ (нМ/мин· мг белка), печень	3,72±0,36	1,95±0,18*	3,65±0,43	1,84±0,16*	3,80±0,35
Восстановленный глутатион (мкМ/г), печень	7,50±0,68	3,46±0,22*	7,60±0,74	3,30±0,33*	7,38±0,66
Цистеин (мкМ/г), печень	0,34±0,03	0,16±0,02*	0,36±0,04	0,18±0,03*	0,33±0,05
Окисленный глутатион (мкМ/г), печень	0,35±0,06	1,42±0,12*	0,33±0,07	1,65±0,15*	0,37±0,06

Примечание: * - различия достоверные, р<0,05

Так, было установлено снижение активности УДФ-ГТ на 47,6% и 50,54%, содержания восстановительного глутатиона на 53,87% и 56%, цистеина на 52,95% и 47,06% на фоне повышения окисленного глутатиона на 59,43% и 52,86%, соответственно при воздействии П-202 и П-503.

Таким образом, результаты исследования свидетельствуют, что полиолы в 1/100 ДЛ₅₀ усиливают процессы трансаминирования аминокислот и распад белков, что сопряжено с повышением в крови мочевины и креатина. В этой дозе ксенобиотики усиливают катаболические процессы жиров, приводят к накоплению кетоновых тел и ускоряют СРП, ПОЛ и скорость старения организма. На фоне нарушения липидного и белкового обмена отмечается развитие гипогликемии, которая характеризовалась снижением глюкозы в крови, гликогена в печени и активности глюкозо-6-фосфатазы в микросомальной фракции гепатоцитов. Все эти изменения сопровождаются ингибированием обезвреживающей и антиоксидантной функции печени.

Литература:

1. Щербань Н.Г., Жуков В.И., Мясоедов В.В., Капустник В.А. Биохимические механизмы радиомиметических эффектов поверхностно-активных веществ. ─ Харьков : «Раритеты Украины», 2012. ─ 120 с.

2. Жуков В.И., Зайцева О.В., Пивень В.И., Сидоренко Н.А. и др. Фториды: биологическая роль и механизм действия. ─ Белгород, 2006. ─ 220 с.

3. Жуков В.И., Попова Л.Д., Зайцева О.В., Кратенко Р.И. и др. Простые и макроциклические эфиры: научные основы охраны водных объектов. ─ Харьков : «Торнадо», 2000. ─ 438 с.

4. Покровский А.А., Биохимические методы исследования в клинике. М.: Медицина, 1969. ─ 652 с.

5. Лабораторые методы исследования в клинике. Справочник под ред. проф. В.В.Меньшикова. ─ М.: Медицина, 1987. ─ 368 с.

6. Асатиани В.С.Биохимическая фотометрия. ─ М.: Изд-во Академиинаук СССР, 1957. ─ 836 с.

7. Владимиров Ю.А., АрчаковА.И., Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. ─ М.: Наука, 1972. ─ 252 с.

8. Покровский А.А., Арчаков А.И. Методы разделения и ферментной идентификации субклеточных фракций // Современные методы в биохимии. ─ М.: Медицина, 1968. ─ С. 5-59.

9. Asaoka K., Takahashi K. An enzymatic acsay of reduced glutathione using glutathione S-ary etransferase with O-dinitrobenzene as a substrate // J/Biochem/ ─ 1981. ─ 90,№5. ─ P. 1237─1242.

10. Gaitonde M.K. A spectrophotometric method for direct determination of cysteine in the presence of the naturally occurring aminoacid // Biochem. J. ─ 1967. -Vol. 104, №2. ─ P.627─633.